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wb上样顺序有要求吗
在电泳槽的上、下槽中加入1×Tris-甘氨酸或SDS电泳缓冲液，上样。 连接电泳槽到电泳仪。上槽接负极，下槽接正极，通电起始电压70～80V，10min后100V，电泳2h或当溴酚蓝迁移至离底部1cm时，停止电泳。
上样时候，各样品的蛋白量是一定的，因此各样品的体积肯定不一样，然后各样品加上样缓冲液，使各样品的体积保持一致。
主要决定loading buffer的浓度，DNA样品上样buffer（商品化或者是实验室自己配置的）主要是6X的，如果你上样DNA的体积是10ul的话，你只需要加入2ul的6X loading buffer后，混匀上样即可。
浓度不一样。调整wb上样量，是因为浓度不一样，有时候会用RIPA调整为同样的浓度，再进行等体积等质量上样，为了保证控制上样质量，尽量使蛋白跑的时候比较整齐，不受两侧电压差的影响。
会。wb调整上样量需要测定样品的蛋白浓度，主要目的是对样品进行均一化处理，需要都调整到和最低浓度的那个样本一样的浓度，是会被看出来的。
在第一次wb时候，蛋白样品加入上样缓冲液并煮沸。
wb实验荧光显色剂用量
1、【答案】：①显色剂用量。为了使显色反应尽可能完全，一般应加入过量的显色剂。但有时显色剂的用量过大，反而会引起副反应，对光度测定不利。通常，显色剂的用量是根据实验结果来确定的。②溶液酸度。
2、①显色剂的用量：显色剂的适宜用量需通过实验来确定。 ②溶液的酸度：绘制吸光度-酸度曲线，选择曲线中吸光度最大且恒定的酸度区间为显色反应的适宜 酸度区间。
3、a.融解Western及IP细胞裂解液，混匀。取适当量的裂解液，在使用前数分钟内加入PMSF，使PMSF的最终浓度为1mM，或者根据实验需要加入适当的上述蛋白酶磷酸酶抑制剂混合物。
wb封闭液用水溶解对结果影响
wb封闭液用水配了不会怎样。根据查询相关公开信息显示：wb封闭液就是需要用水稀释再用的，掺了水没关系。wb的封闭液，广泛用于化学，可根据用户的要求提供样品制备，电泳槽免疫组化液，可避免交叉溶解的发光样品。
这个是强清洗剂，洗得多了会洗掉蛋白，不过估计条带会浅但是应该还有吧，你先做出来看看，要是条带只是浅了但是大家都浅啊，组间比较有差异不就行了。
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降低药物的溶出速率：如果转篮上有水，会使得药物制剂与水接触面积增大，从而导致药物被迅速水化，药物分子在水中的扩散速率减慢，药物的溶出速率降低。
延迟溶胶时间。若溶胶配置时加入水量少时，醇盐水解速度较慢而延长了溶胶时间，若加水量大于化学计量，溶液相对稀释，溶液粘度下降而使成胶难，按化学计量加入时，成胶的质量好，而且成胶时间相对短。
×TBST洗液：使用时将100×TBST用双蒸水稀释至1×，常温保存。 Little Trick 关于电转膜，有些使用NC膜。我没有尝试过NC膜，但隔壁实验室使用NC膜多次WB结果仍不理想，换用PVDF膜后有所改善。
wb实验流程及注意事项有哪些?
注意事项：将A和B两种试剂在保鲜膜上等体积混合；1min后，将膜蛋白面朝下与此混合液充分接触；1min后，将膜移至另一保鲜膜上，去尽残液，包好，放入X-光片夹中。
倡议在实验中采用适宜的曝光时间。 条带弥散或外形怪异 有时WB 结果图中条带位置契合预期，但却由于条带弥散、外形怪异等要素招致无法运用，呈现这种状况多半是制胶或电泳过程出了问题，详细如下： ① 电泳时电压、电流过高。
WB实验是通过聚丙烯酰胺凝胶电泳（PAGE）将混合蛋白质样品分离后，利用特殊虹吸或电场装置印迹至固相介质（例如PVDF膜）上。
wb的实验步骤 制样：裂解缓冲液或者超声处理。(使用RIPA裂解液是需按照100：1加入蛋白酶抑制剂)。电泳：根据蛋白大小确定合适的PAGE胶浓度，推荐上样量为20-30ug总蛋白。转膜：湿转和半干转都可。
WB中二抗没孵上怎么办
WB孵二抗孵错了，可以尝试重新孵育，但需要遵循正确的操作规程。- 首先，确保孵育液的纯度和质量符合要求。如果孵育液中存在杂质或污染，可能会导致抗体纯度下降，影响实验结果。- 其次，确保孵育温度和时间符合要求。
wb条带弱可以重新孵二抗。根据查询相关公开信息显示，二抗不显影了，重新孵育二抗。是抗体浓度的问题，调整后会出条带，是蛋白的问题，那重新孵育也没有结果。
在曝光之前，确保已经完成了所有的孵育和显影步骤。 在曝光之后，如果想要重新孵育二抗，需要先清除一抗。这可以通过用TBS-T或PBS-T洗涤膜来完成。 清除一抗后，可以重新孵育二抗。
二抗孵育时间过长会导致实验结果的可靠性下降，从而影响实验结果的解释和使用。因此，建议在抗体说明书规定的范围内，尽量缩短二抗孵育时间。如果孵育时间过长，可以考虑重新进行实验或者选择其他合适的孵育方法。
到此，以上就是小编对于wb蛋白制备的问题就介绍到这了，希望介绍的几点解答对大家有用，有任何问题和不懂的，欢迎各位老师在评论区讨论，给我留言。
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